Les nudibranches Amakusaplana acroporae

Les nudibranches Amakusaplana acroporae: est elle une espèce invasive menaçante pour les récifs coralliens?

 

L’Infestions mortels des cultures Acropora avec des vers plats Acropora-manger (AEFW) sont un phénomène mondial.  Nous évaluons l’hypothèse que l’AEFW représente un risque pour les récifs coralliens par l’étude de la biologie et le potentiel invasif d’une souche AEFW au Royaume-Uni.  Les analyses moléculaires ont identifié cette souche comme Amakusaplana acroporae, une nouvelle espèce décrite par deux aquariums américains et un site naturel en Australie.  Nos données moléculaires ainsi que des stratégies d’histoire de vie décrites ici suggèrent que cette espèce représente des cas d’infestations AEFW signalés.  Nous montrons que l’activité parasitaire locale altère la capacité lumière acclimatation de toute la colonie.  A. acroporae acquiert un excellent camouflage par l’hébergement photosynthèse, les zooxanthelles et les pigments de la famille des protéines vert fluorescentes.  Il montre une préférence pour les Acropora validation mais accepte une large gamme d’acropora

 

 Introduction

 

Les récifs coralliens est un écosystème les plus riches en biodiversité et de production dans le monde et sont sensibles aux perturbations dont les effets dévastateurs des corallivore, définies comme l’assimilation directe des tissus des coraux vivants (Hughes et al 2007; Rotjan et Lewis 2008).

L’Infestations mortels d’acroporidae coraux dans une ferme avec des corallivores AEFW ont été signalés à l’échelle mondiale (électronique Matériel supplémentaire, ESM Tableau 1, Fig. 1).  Premiers stades des infestations par les AEFW sont souvent comme des «marques de morsure» pâles (Nosratpour 2008; ESM tableau 1).  Plus récemment AEFW de deux aquariums américains ont été décrits comme une nouvelle espèce (Amakusaplana acroporae) dans les Phylum des Plathelminthes (Rawlinson et al. 2011), qui a ensuite été trouvé sur Acropora validation dans un endroit naturel au large de l’île Lizard, Grande Barrière de Corail (GBR) (Rawlinson et Stella 2012).  Les tripes et le parenchyme de A. acroporae contenues nématocystes et zooxanthelles, ce qui suggère que les dommages causés aux coraux est due à l’alimentation par les planaires (Rawlinson et al 2011;. Rawlinson et Stella 2012).  Une autre planaire d’Acropora associé est un acoel du taxon phylogénétiquement éloigné Waminoa (phylum Acoelomorpha), qui montre une similarité frappante avec phénotypique A. acroporae (Matsushima et al. 2010), ce qui rend difficile d’attribuer l’infestation AEFW signalé à l’un ou l’ d’autres espèces.  En outre, d’autres représentants de Waminoa vivent épizoïques sur les coraux, mais il n’y a pas de rapports sur eux étant corallivores, et leurs zooxanthelles ne proviennent pas des coraux (Barneah et al 2007.).  Ils sont pensés pour ne pas consommer que du mucus des coraux, mais peut nuire le corail par l’ombrage et les effets négatifs liés à la photosynthèse du corail quand ils se produisent en grand nombre (Barneah et al 2007; Haapkylä et al 2009; Naumann et al 2010).  Bien que A. acroporae a été trouvé sur la GBR, l’origine naturelle des répartitions biogéographique des souches d’aquarium de AEFW ne sont pas claires et il n’y a pas de prédateurs naturels connus, il est difficile de contrôler les infestions dans les cultures fermes de corail. Le rapport sur les souches d’aquariums d’AEFW comprennent des régions à proximité de récifs coralliens naturels comme la Floride, la Thaïlande ou à Hong Kong (Fig. 1), ce qui soulève la question de savoir si l’AEFW représentent un risque pour les communautés naturelles du corail s’il est libéré dans l’environnement.  L’introduction d’espèces non connue dans les écosystèmes naturels, y compris les récifs coralliens peut avoir des conséquences dramatiques, et un nombre important d’espèces ornementales sont devenues envahissantes dans les écosystèmes aquatiques (Padilla et Williams, 2004).  L’invasion, par exemple, de la mer Méditerranée par les taxifolia macroalgue taxifolia (Wiedenmann et al., 2001) ou la mer des Caraïbes par le lionfishes Pterois sp.  (Betancur-R et al. 2011) a été déclenchée par la libération de souches d’aquarium.

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Fig. 1
Répartition mondiale des infestations d’AEFW dans les cultures de corail terrestres signalé sur l’Internet (numéros 1-16) et dans la littérature scientifique (lettres A à D). Endroits situés à proximité de récifs coralliens sont mis en évidence par des boîtes dans le style audacieux. Des taches noires montrent la répartition des récifs coralliens tropicaux. La lettre (E) marque l’emplacement où A.acroporae a été trouvé à l’état sauvage (Rawlinson et Stella 2012)

Pour juger le danger que représente l’AEFW que sur des espèces envahissantes pour les récifs naturels, nous avons étudié la biologie d’une souche d’AEFW obtenu du commerce au Royaume-Uni.  Nous avons appliqué des approches en matière de taxonomie moléculaire pour identifier les espèces, analysé de préférence l’hôte, le comportement alimentaire, l’association avec zooxanthelles, les effets sur la physiologie de l’hôte et le temps de survie en l’absence.

 

Méthodes

Culture et aquarium

La souche AEFW acquis auprès d’un commerçant à Southampton (Royaume-Uni) a été recultivées pendant 6 mois avec une gamme diversifiée d’acroporidae et de nombreuses espèces de coraux (ESM tableau 2) dans un compartiment séparé du corail dans un  mésocosmes expérimentale des récifs coralliens au laboratoire au National Oceanography Centre de Southampton (D’Angelo et Wiedenmann 2012). La préférence de l’hôte a été jugée en utilisant un schéma de classification figurant dans le tableau 2 ESM.  Pour les études ultérieures, l’AEFW ont été délogés par un jet d’eau de mer.  La survie en l’absence de coraux  a été évaluée par le maintien de dix spécimens isolés dans un compartiment partiellement ombragé sans avoir accès aux coraux.  Pour tester la réponse de l’AEFW à la hausse des températures, des fragments infestés d’Acropora sp.  ont été soumis à un traitement de la contrainte thermique telle que décrite dans (Wiedenmann et al. 2013).  La croissante horizontale de l’Acropora millepora reproduite en colonies (infestées et non infestées) ont été transformés en 180 °, et acclimaté à la lumière contrôlée par l’augmentation de la fluorescence dans la surface de branche nouvellement exposée de la lumière (D’Angelo et al. 2008).

 

L’identification moléculaire de l’AEFW et la zooxanthelles

L’ADN génomique (ADNg) a été préparé à partir d’un pool de 6 AEFW recueillies à partir d’une colonie de A. millepora infesté et une colonie microphthalma Acropora co-cultivées selon un protocole décrit dans (Hume et al. 2013).

 

Le phylotype des zooxanthelles (. Symbiodinium spp) dans les coraux et la AEFW a été menée par l’amplification, le clonage et le séquençage de l’ADN ribosomique ITS1-5.8S-ITS2 utilisant des amorces spécifiques de zooxanthelles (ESM tableau 3) (Hume et al 2013.; Savage et al. 2002).  Les séquences ont été déposées dans un GenBank (numéros d’accession JN711475-JN711498).

 

La région d’ADNr 18S de l’ADN génomique de l‘AEFW a été amplifié en deux fragments qui se chevauchent, utilisant des amorces conçues contre les régions conservées de Polyclad 18S séquences (ESM tableau 3).  Une paire d’amorces pour amplifier un fragment de 618 pb de la région 28S a été développé en utilisant Polyclad 28S séquences disponibles dans GenBank (Tableau 3 ESM).  Les séquences ont été déposées dans un GenBank (numéros d’accession JN711499-JN711500).

 

L’analyse phylogénétique des séquences 18S et ITS2 a été réalisée en utilisant MEGA 5 (Tamura et al. 2011).  Les séquences ont été alignées en utilisant ClustalW, et des arbres phylogénétiques ont été construits en utilisant le maximum de vraisemblance (ML) des méthodes.  L’analyse a été effectuée pour déduire une méthode de substitution nucléotidique optimale.  Pour une analyse de 18S, une Tamura-Nei avec une distribution gamma et 5 catégories de prix ont été choisis en fonction d’Akaike Information Criterion.  Séquences ITS2 ont été analysées à l’aide du modèle Hasegawa-Kishino-Yano avec des taux égaux.  La certitude de nœuds ML a été testé avec analyse bootstrap (100 réplications).

 

La documentation photographique, des mesures de fluorescence et microscopie

La fluorescence du corail a été imagée en utilisant un filtre passe-haut jaune et un ~ 450 nm source de lumière d’excitation (Nightsea, Andover, Etats-Unis).  Microscopiques gros plans ont été obtenus comme décrit dans (D’Angelo et al 2012; Smith et al 2013).

 

La photosynthèse des zooxanthelles a été déterminée par impulsion modification d’amplitude (PAM) de fluorimétrie en utilisant une plongée-PAM (Walz) pour une piscine de 5 spécimens AEFW.

 

Les spectres de fluorescence ont été enregistrés en utilisant un spectromètre de fluorescence Varian Cary Eclipse (Varian, Palo Alto, États-Unis) (D’Angelo et al. 2008, 2012).

 

 Résultats et discussion

 

Après co-culture des souches AEFW avec un large éventail d’acroporidae et quinze autres espèces de coraux scléractiniaires pendant 6 mois dans un compartiment séparé de notre corail expérimental mésocosmes (D’Angelo et Wiedenmann 2012), les AEFW ont encore été sur les coraux (acroporidae Tableau ESM 2).  La préférence des planaires étaient comme suit: A. validation> A. millepora> A. pulchra> A. Polystoma> A. yongei> A. gemmifera> A. microphthalma> A. tortuosa.  Les AEFW ont atteind une taille jusqu’à   6 mm, on trouve toujours attachés sur les branche ombrées. L’inspection microscopique a révélé l’excellent camouflage de l’AEFW qui imite à la fois la couleur et de distribution de pigment de l’hôte (fig. 2a, c;. ESM figure 1a).  En raison de leur camouflage, l’AEFW pourrait facilement passer inaperçue, mais leur caractéristique décrit précédemment « marques de morsure » sur la face inférieure de la branche (tableau ESM 1) s’est avéré être des indicateurs fiables d’une infestation (Fig. 2e, ESM Fig. 1a). Comme décrit par Rawlinson et al.  (2011), un autre indice de la présence du parasite était grappes de  5 à 90 œufs trouvés uniquement sur squelette nu situé à proximité de vivre tissu corail (ESM Fig. 1b-c).  Les parasites semblent être plutôt stationnaires, et un seul individu a été observé pendant 5 semaines sur un 5 cm de la colonie d’A. millepora avant qu’il soit retiré à des fins expérimentales.  L’activité de cet échantillon, restreint à la face inférieure de la branche, a eu un effet significatif sur la physiologie globale du corail, essentiellement en l’empêchant de s’acclimater à des niveaux plus élevés de lumière (D’Angelo et al 2008; Smith et al 2013) en augmentant l’accumulation de protéines à la partie du branchement de lumière exposée (Fig. 3a).  En conséquence, les colonies infestées étaient moins fluorescent par rapport à leurs homologues sains (Fig. 3b, c; ESM figure 2).  Par conséquent, la fluorescence du corail peut être utilisée comme autre indicateur de la présence de parasites, ce qui souligne le potentiel des protéines GFP pour être servit comme indicateurs de stress pour les coraux (D’Angelo et al. 2012).

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Fig. 2
L’Acquisition du camouflage de l’AEFW.
a, b Microscopie de l’A. pulchra avec un AEFW de la souche aquarium Royaume-Uni ci-joint.
c, d Images du parasite isolé.
e, f photographies en gros plan d’une «marque de morsure » typique laissé par le parasite dans les tissus de la face inférieure de la branche de l’A. pulchra. Les photographies ont été acquises au microscope dans des conditions de lumière blanche (a, c, e) et en mode de fluorescence en utilisant un ensemble CFP / DsRed de filtre (b, d, f).La fluorescence de la chlorophylle est montré en rouge; la fluorescence de la apulFP583 cyan apparaît en bleu. Le spectre g d’émission de fluorescence (λ exc = 420 nm) du tissu de corail hôte (A. pulchra, ligne pointillée) et du parasite isolé (trait plein)

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Fig. 3
L’Effet de AEFW infeste la fluorescence du corail. Le cours de temps de l’acclimatation à la lumière des colonies infestées et non infestées d’une morpho de couleur rouge de A. millepora. L’augmentation de la fluorescence du tissu de l’hôte d’émission (λ ex 530 nm, λ max em = 597 nm) par unité de surface est indiqué. L’accumulation de la protéine fluorescente rouge amilFP597 (D’Angelo et al. 2008 ) dans la zone de branche supérieure a été enregistrée après ce côté auparavant ombragée a été exposé à la lumière.
b Photographies de l’apparition de la lumière du jour (ci-dessus) et la fluorescence verte (ci-dessous) des colonies répétés d’un vert couleur la morpho de l’A. millepora au cours des différentes étapes de l’infestion allant de santé (à gauche), sur infesté (au milieu) et à mort (à droite).
c Comparaison quantitative de la teneur de la protéine GFP-amilFP512 comme dans les colonies représentées sur b exprimée comme une émission de fluorescence par unité de surface (D’Angelo et al. 2008)

Les AEFW recueillies à partir de motifs de fluorescence A. pulchra correspondant parfaitement ceux de l’hôte, avec la fluorescence des coraux étant dérivé du cyan GFP protéine apulFP583 (D’Angelo et al. 2008) et la rouge fluorescence de la chlorophylle de zooxanthelles (Oswald et al. 2,007) (Fig. 2).  En revanche, en fonction de leur stade de développement, ovules et embryons ne montrent qu’une faible fluorescence bleue ou orange sous UV (365 nm) excitation (ESM Fig. 1c).  L’absence de fluorescence dans les points d’alimentation dans les tissus du corail propose que les parasites extraient les pigments fluorescents à partir de l’hôte (Fig. 2f).  Les pigments fluorescents cyan semblent être uniformément répartis dans le parenchyme des parasites, ce qui indique une incorporation de pigments hôtes dans leur forme fonctionnelle pour parfaire le camouflage du parasite (Fig. 2b, d).  Cette stratégie pourrait être facilitée par la grande stabilité et la rotation lente de protéines GFP comme coralliens (Leutenegger et al. 2007).

 

L’analyse moléculaire a montré que les cellules d’algues dans l’AEFW à partir d’une colonie A. millepora sont zooxanthelles.  La répartition des zooxanthelles dans l’AEFW correspondrait étroitement a la communauté algale du corail et étant différente de celle de la co-culture A. microphtalma (Fig. 4a), ce qui prouve que les parasites acquérir des zooxanthelles de l’hôte par l’alimentation.  Cette conclusion est appuyée par le manque de zooxanthelles dans les marques d’alimentation (Fig. 2e; ESM figure 1a).  Un seul AEFW en stress thermique a été observé pour libérer la plupart de ses zooxanthelles quelques secondes après les mouvements de passation (probablement via le pharynx), ce qui démontre que, au moins la plupart des cellules d’algues sont contenues dans l’intestin (Fig. 4b, c).  L’efficacité de la photosynthèse F v / F m> 0,5 déterminé pour les spécimens AEFW indique que leurs zooxanthelles sont la photosynthèse compétente et peut fournir aux parasites avec des avantages nutritionnels.  Les nudibranches sont connus pour être en mesure de mourir de faim pendant des mois (Chintala et Kennedy, 1993).  Fait intéressant, l’AEFW isolées qui n’ont pas accès à l’hôte (corail)  sont morts après 5-7 jours, ce qui suggère que les algues ne représentent pas une source d’énergie importante pour les animaux, mais sont plus susceptibles d’être maintenue uniquement à des fins de camouflage.  Cette stratégie de camouflage est remarquablement présenter, une adaptation évolutive d’A. Acroporae à l’hôte d’acroporidae.  Dans ce contexte, il est intéressant de noter que le camouflage visuellement similaire du représentant Waminoa  peut être le résultat d’une évolution convergente depuis acoels n’ont pas les tripes ramifiés (Hyman 1951).

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Fig. 4
Composition des zooxanthelles (Symbiodinium spp.) Communauté d’une colonie infestée d’A. Millepora, l’AEFW associé et d’une colonie A. microphthalma co-cultivées. Les fréquences d’un sous-clade (C21, C3, Cu) ont été déduite de la fréquence de détection des séquences respectives parmi les fragments clonés ITS2.
b, c Photographies d’un AEFW en stress thermique après l’expulsion des zooxanthelles. Les images ont été acquises sous lumière blanche (b) et en mode de fluorescence (c). Rouge fluorescence de la chlorophylle de zooxanthellae (c) a été documentée par l’utilisation d’un ensemble de filtre à TRITC. Cellules Symbiodinium expulsés (EX) sont visibles dans le coin supérieur droit de panneaux b, c

Des analyses de séquences de la région d’ADNr 18S ont démontré que les groupes de souches Polycladida du Royaume-Uni (ESM Fig. 3a), en  excluant la Waminoa .l’ Analyse de la région ADNr 28S identifié sur la souche Royaume-Uni comme l’A. Acroporae récemment décrit, un AEFW de deux aquariums américains et d’un endroit naturel sur l’île de Lizard (Rawlinson et al 2011; Rawlinson et Stella 2012) (. ESM figure 3b).  Notre séquence ADNr 28S a montré une identité de 100% à la souche de Virginia A. acroporae, mais peut être distinguée dans trois résidus partagés de New York et les souches Lizard Island.  Ces substitutions peuvent indiquer que au moins deux A. distinct moléculaire acroporae souches sont largement distribués dans les aquariums.  Notre enquête mondiale sur les infestations AEFW signalés (figure 1, tableau 1) ESM ainsi que les résultats de la présente étude a révélé que la plupart des AEFWs non identifiés présentent des caractéristiques de A. acroporae comme la préférence exclusive pour une gamme variée d’ acroporidae, l’excellent camouflage , survenue préféré sur les côtés de la branche ombragées, les «marques de morsure» typiques et des grappes d’œufs étant déposé sur des squelettes morts (ESM tableau 1).  A. acroporae a été considéré comme responsable de la perte des colonies d’Acropora à Birch Aquarium (USA) (Nosratpour 2008; Rawlinson et al 2011).  Pris ensemble, ces données suggèrent que A. acroporae est distribué à l’échelle mondiale dans les cultures de fermes de corail, y compris les régions à proximité de récifs coralliens naturels comme la Floride, la Thaïlande ou à Hong Kong (Fig. 1).  Nous concluons que, en raison de la large gamme d’espèces de coraux d’accueil reconnues avec une forte préférence pour la cosmopolite A. validation, avec l’excellent camouflage et la capacité de survivre au moins 5 jours sans hôte (coraux), A. acroporae a le potentiel pour devenir une espèce  invasive dangereuse lorsqu’il est libéré dans un environnement auquel il est non identifié.  Pour mieux catégoriser ce risque potentiel, d’autres données sur l’aire de répartition biogéographique d’A. acroporae dans les récifs du monde entier, sur ses prédateurs naturels et sur la diversité génétique en captivité sont nécessaires de toute urgence.

Source : http://link.springer.com/article/10.1007% 2Fs00338-013-1101-6

Traduit par goggle traduction

Adapté par fredeau

 

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