Archives de catégorie : 06-La faune marine

Galerie Photos de coraux

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Demat

Une série de clichés sur mes coraux

Kenavo

La taxe sur les animaux de compagnie effective dès janvier 2016

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Demat

Une directive européenne visant à mettre en place une taxe sur les animaux de compagnie serait en préparation au parlement européen.
Cette taxe pourrait atteindre le montant record de 100€ par animal et par an.
Ainsi, une famille possédant 2 chats et un chien devra par exemple payer 300€ par an au risque d’une forte amende si l’animal n’est pas déclaré. Cette taxe aurait pour objectif de recenser les animaux de compagnie des européens.
De quoi faire souffrir une fois de plus le pouvoir d’achat des ménages européens, selon les associations de défense des animaux.

Selon nos informations, les animaux seront taxés comme suit:
Chien: 100€
Équidé: 100€
Chat: 100€
Reptile: 50€
Rongeur: 20€
Oiseau: 10€
Poisson: 1€

Source: http://nordpresse.be/bientot-taxe-les-animaux-leu/

Kenavo

La vie est un refuge tranquille

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Démat

Maintenant que le refugium est âgé de  6 mois je voulais vos partagés cette séquence vidéo sur la vie qui peut grouillé de divers animaux comme  les copépode , vers et autres

je vous rappelle l’installation :

l’eau du bac principale se déverse dans le refuge et la sortie vers le compartiment de la pompe de remontée, refugium de 600 litres éclairé par 4 tubes t5 de 80 w, deux couches de sable dans le fond un grossier et un moyen de marque hobby, 50 kg de pierres vivante d’Indonésie, deux pompes de brassage 8500l/h + 2500l/h, et récupération divers caulerpes

bon visu

Kenavo

Trouble ophtamologique a cause des zoanthus

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Demat
 
Pour ceux d’entre vous qui veulent faire des boutures de zoanthus et sans protection… 
Il s’agit d’une personne réelle avec de grave concéquence sur l’oeil. Alors soyez prudent, beaucoup de choses dans nos bacs peut engendrer des problèmes similaires!!!
Merci de partager sur divers forum
 

 

Kenavo

 

Nouvelles Législation Européens

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Démat

 

Nouveau règlement Européen:

Journal officiel de l’union européenne. Site du journal de l’union européenne. Règlement d’exécution (UE) n° 899/2014 de la Commission du 18 août 2014 établissant les valeurs forfaitaires à l’importation pour la détermination du prix d’entrée de certains fruits et légumes. (page 23,35,36,37,38)

Journal officiel de l'Union européenne

RÈGLEMENT D’EXÉCUTION (UE) No 888/2014 DE LA COMMISSION du 14 août 2014

interdisant l’introduction dans l’Union de spécimens de certaines espèces de faune et de flore sauvages

LA COMMISSION EUROPÉENNE, vu le traité sur le fonctionnement de l’Union européenne, vu le règlement (CE) no 338/97 du Conseil du 9 décembre 1996 relatif à la protection des espèces de faune et de flore sauvages par le contrôle de leur commerce (1), et notamment son article 4, paragraphe 6, considérant ce qui suit:

(1) L’article 4, paragraphe 6, du règlement (CE) no 338/97 dispose que la Commission peut imposer des restrictions à l’introduction de spécimens de certaines espèces dans l’Union conformément aux conditions prévues aux points a) à d). Par ailleurs, les modalités d’application de ces restrictions ont été fixées à l’article 71 du règlement (CE) no 865/2006 de la Commission (2).

(2) La liste des espèces dont l’introduction dans l’Union est interdite a été établie en dernier lieu en juin 2013 par le règlement d’exécution (UE) no 578/2013 de la Commission (3).

(3) La Croatie a adhéré à l’Union le 1er juillet 2013. Par conséquent, il y a lieu de supprimer toutes les références à cet État membre de la liste des espèces dont l’introduction dans l’Union est interdite.

(6) Les pays d’origine des espèces faisant l’objet de nouvelles restrictions à l’introduction dans l’Union ont tous été consultés. (7) Lors de la 16e conférence des parties à la convention sur le commerce international des espèces de faune et de flore sauvages menacées d’extinction (CITES), de nouvelles références de nomenclature (scission d’espèces et nouvelle dénomination de genres) pour les animaux ont été adoptées et sont reprises en tant que telles dans la législation de l’Union. En outre, il convient de supprimer l’espèce Euphillia picteti car elle n’est pas reconnue dans la référence de nomenclature normalisée convenue lors de la 16e conférence des parties.

(8) Pour des raisons de clarté, il convient donc d’actualiser la liste des espèces dont l’introduction dans l’Union est interdite et de remplacer le règlement d’exécution (UE) no 578/2013.

(9) Le groupe d’examen scientifique institué en application de l’article 17 du règlement (CE) no 338/97 a été consulté.

(10) Les mesures prévues au présent règlement sont conformes à l’avis du comité du commerce des espèces de faune et de flore sauvages, institué en application de l’article 18 du règlement (CE) no 338/97, A ADOPTÉ LE PRÉSENT RÈGLEMENT: Article premier L’introduction dans l’Union de spécimens des espèces de faune et de flore sauvages énumérées à l’annexe du présent règlement est interdite à partir des pays d’origine indiqués. Article 2 Le règlement d’exécution (UE) no 578/2013 est abrogé. Les références au règlement d’exécution abrogé s’entendent comme faites au présent règlement. Article 3 Le présent règlement entre en vigueur le vingtième jour suivant celui de sa publication au Journal officiel de l’Union européenne. Le présent règlement est obligatoire dans tous ses éléments et directement applicable dans tout État membre.

Fait à Bruxelles, le 14 août 2014. Par la Commission Le président José Manuel BARROSO

 

Spécimens des espèces inscrites à l’annexe B du règlement (CE) no 338/97 dont l’introduction dans l’Union est interdite :

Espèce Origine/ Spécimens/ Pays d’origine/ Point de l’article 4 paragraphe 6:

 

Labridae :

Cheilinus undulatus Sauvages Tous Indonésie b

Syngnathidae :

Hippocampus barbouri Sauvages Tous Indonésie b

Hippocampus comes Sauvages Tous Indonésie b 

Hippocampus erectus Sauvages Tous Brésil b

Hippocampus histrix Sauvages Tous Indonésie b

Hippocampus kelloggi Sauvages Tous Indonésie b

Hippocampus kuda Sauvages Tous Chine, Indonésie, Viêt Nam b

Tridacnidae:

Hippopus hippopus Sauvages Tous Nouvelle-Calédonie, Tonga, Vanuatu, Viêt Nam b

Tridacna crocea Sauvages Tous Cambodge, Fidji, Îles Salomon, Tonga, Vanuatu, Viêt Nam b

Tridacna derasa Sauvages Tous Fidji, Îles Salomon, Nouvelle- Calédonie, Palaos, Philippines, Tonga, Vanuatu, Viêt Nam b

Tridacna gigas Sauvages Tous Îles Marshall, Îles Salomon, Tonga, Viêt Nam b

Tridacna maxima Sauvages Tous Cambodge, Fidji, Îles Marshall, Îles Salomon, Micronésie, Mozambique, Nouvelle-Calédonie, Tonga, Vanuatu, Viêt Nam b

Tridacna rosewateri Sauvages Tous Mozambique b

Tridacna squamosa Sauvages Tous Cambodge, Fidji, Îles Salomon, Mozambique, Nouvelle-Calédonie, Tonga, Vanuatu, Viêt Nam b

Tridacna tevoroa Sauvages Tous Tonga b

Strombidae :

Strombus gigas Sauvages Tous Grenade, Haïti b

 Heliporidae:

Heliopora coerulea Sauvages Tous Îles Salomon b

SCLERACTINIA:

Scleractinia spp. Sauvages Tous Ghana b

Agariciidae :ùAgaricia agaricites Sauvages Tous Haïti b

Caryophylliidae:

Catalaphyllia jardinei Sauvages Tous, à l’exception des spécimens de mariculture attachés à des substrats artificiels Indonésie 

Catalaphyllia jardinei Sauvages Tous Îles Salomon b

Euphyllia cristata Sauvages Tous, à l’exception des spécimens de mariculture attachés à des substrats artificiels Indonésie b

Euphyllia divisa Sauvages Tous, à l’exception des spécimens de mariculture attachés à des substrats artificiels Indonésie b

Euphyllia fimbriata Sauvages Tous, à l’exception des spécimens de mariculture attachés à des substrats artificiels Indonésie b

Euphyllia paraancora Sauvages Tous, à l’exception des spécimens de mariculture attachés à des substrats artificiels Indonésie b

Euphyllia paradivisa Sauvages Tous, à l’exception des spécimens de mariculture attachés à des substrats artificiels Indonésie b

Euphyllia yaeyamaensis Sauvages Tous, à l’exception des spécimens de mariculture attachés à des substrats artificiels Indonésie b

Plerogyra spp. Sauvages Tous, à l’exception des spécimens de mariculture attachés à des substrats artificiels Indonésie b

Dendrophylliidae :

 Eguchipsammia fistula Sauvages Tous Indonésie b

Faviidae :

Favites halicora Sauvages Tous Tonga b

Platygyra sinensis Sauvages Tous Tonga b

Fungiidae :

Heliofungia actiniformis Sauvages Tous Indonésie b

Merulinidae :

Hydnophora microconos Sauvages Tous, à l’exception des spécimens de mariculture attachés à des substrats artificiels Indonésie b

Mussidae :

Acanthastrea hemprichii Sauvages Tous Tonga b

Blastomussa spp. Sauvages Tous, à l’exception des spécimens de mariculture attachés à des substrats artificiels Indonésie b

Cynarina lacrymalis Sauvages Tous, à l’exception des spécimens de mariculture attachés à des substrats artificiels Indonésie b

Scolymia vitiensis Sauvages Tous Tonga b

Scolymia vitiensis Sauvages Tous, à l’exception des spécimens de mariculture attachés à des substrats artificiels Indonésie b

Pocilloporidae :

Seriatopora stellata Sauvages Tous Indonésie b

Trachyphylliidae:

Trachyphyllia geoffroyi Sauvages Tous Fidji b

Trachyphyllia geoffroyi Sauvages Tous, à l’exception des spécimens de mariculture attachés à des substrats artificiels Indonésie b

 

Kenavo

breton

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Maladie : Comment traiter la Cryptocaryon irritans

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Demat

La Cryptocaryon irritans ou la maladie du point blanc est surement la maladie la plus courante chez les poissons tropicaux marins, tout comme l’Ichthyophthiris multifiliis (point blanc), est son pendant chez les poissons d’eau douce. Cette infection est heureusement facilement reconnaissable à la présence de point blancs caractéristiques sur la peau, les nageoires et les branchies. Au début, seul quelques points blancs, disséminés sur le corps, apparaissent. Ils se multiplieront par la suite et envahiront massivement les poissons.

Cette infection se manifeste la plupart du temps après une modification radicale (temporaire) de la qualité de l’eau ; une surchauffe ou un refroidissement de l’aquarium ou d’une coupure d’électricité ; un refroidissement brutal ou des fluctuations de température trop importantes dans la pièce ou se situe l’aquarium (phénomène caractéristique au printemps ou a l’automne) ; un taux d’ammoniac, de nitrite ou de nitrate élevé ; un ph ou un taux d’acidité trop faible ; etc. Bref, d’innombrables facteurs peuvent affaiblir nos poissons et le rendre sensible à un parasite tel que le Cryptocaryon irritans, presque toujours présent dans l’eau de l’aquarium.

En plus des points blancs caractéristique, le poisson présente parfois une surproduction de mucus, des yeux vitreux, un effilochement des nageoires ; une infection bactérienne secondaire, accompagnée d’une pourriture des nageoires et de la nageoire caudale ainsi que des taches rouges et/ ou claires sur la peau.

Comme le parasite choisit souvent les branchies comme le lieu de primo-infection. Vu que les cellules branchiales sont irritées, le poisson ira se frotter l’opercule contre le fond, les coraux etc. en même temps, le poisson malade peut se tenir ou dans le courant de résurgence du filtre, parfois il se couchera sur le fond.

Un morceau de peau ou de branchie agrandi 100x sous un microscope permettra de reconnaitre facilement les parasites foncés, grands, sphériques ou conique.

Le point blanc ou forme adulte du Cryptocaryon irritans se nomme trophonte. Ce trophonte, une fois mature, tombera du poisson et s’encapsulera. Par la suite, ce point encapsulé, ou tomonte, se divisera en une multitude de cellule-sœurs (+/-200). Celles-ci développeront à leur tour et deviendront de petits organisme ciliés (taille 35-50µ), appelés tomites, se dispersant rapidement à la recherche d’un nouvel hôte. Ils iront alors s’ancrer dans les téguments et dans les branchies de l’hôte et prendront la forme caractéristique de points blancs adultes. Ils mourront inévitablement si, dans les 24h, ils n’ont pas trouvé d’hôte pour les accueillir. Lors de traitement, ce sont surtout les tomines en phase libre essaimantes qui sont éliminés.

 

un acanthiride infectés par la Cryptocaryon irritans
un acanthiride infectés par la Cryptocaryon irritans

Les traitements qui marche:

 

Hypo salinité -. L’aide d’un réfractomètre, maintenez la salinité à 11ppt à 12ppt jusqu’à 4 semaines après le dernier spot a été vu. (à environ 1,008 à 1,009). Remonter lentement la salinité et observer les poissons pendant 4 semaines. Il est difficile de contrôler le pH et la qualité de l’eau pendant le traitement, mais cela est le traitement le moins stressante pour le poisson.

 

Traitement de cuivre – Suivre les recommandations de médicaments. Ceci peut être efficace en 2 à 4 semaines de traitement. Après le traitement, enlever tout le cuivre et observer les poissons pendant 4 semaines. Le cuivre est un poison pour les poissons et crée un certain stress et n’est pas compatible sur un bac avec des coraux

 

La méthode de transfert – Les poissons sont déplacé dans un bac hôpital pour recevoir un traitement a base de cuivre

 

Ce sont les seuls 3 traitements connus qui marche a 100%. D’autres produits chimiques tueront la Cryptocaryon irritans parasite, mais seulement dans des conditions particulières qui ne sont pas bon pour le poisson. Certains produits chimiques ne pourront tuer quelques-uns des organismes, laissant les autres échappent à la mort pour aller à multiplier et à infecter.

 

Question diverse : Observations, réclamations et mythes:

 


Certains poissons semblent plus sensibles que d’autres.

Cela est vrai. Leurs corps muqueux sont réduits en épaisseur et en composition.


La Cryptocaryon irritans s’en va.

Ce n’est certainement pas vrai. Alors que Cryptocaryon irritans est visible uniquement à un stade de son cycle de vie si elle a été une fois vu, il n’a pas disparu, ce n’est pas visible à l’œil nu.


Elle s’en va avec une potion magique « Compatible récifal».

Ce n’est pas vrai; nous souhaitons tous que ca marche. C’est l’un des plus grands et les plus «dangereux» des fausses déclarations dans le hobby. L’aquariophile pense que tout est bien quand il n’est pas. Qu’est-ce qui s’est passé en général, c’est que le parasite a tué le poisson, il est capable de tuer et le reste qui ont développé une résistance ou immunité. Le parasite est encore dans l’aquarium, l’infection branchiale des poissons ne peut pas être vue. Environ 40% des poissons semblent en mesure de développer cette immunité.


Elle a disparu alors quand un nouveau poisson est ajouté, il est de nouveau là.

Ce n’est pas vrai. La Cryptocaryon irritans n’a pas vraiment disparu ou les nouveaux poissons ont amenés la maladie avec elle. Un nouvel ajout à un aquarium peut être la contrainte qui déclenche les autres poissons de réduire leur défense ou de l’immunité, ce qui permet au parasite où l’infection est de nouveau visible à l’aquariophile.


Le poisson a vécu la dernière épidémie mourut au cours de la deuxième ou troisième épidémie.

Cela peut être vrai. Le poisson a une résistance ou immunité qu’elle a perdue.


La Cryptocaryon irritans peuvent «traîner» presque inaperçue avec juste un endroit du corps et puis parce qu’elle réside souvent dans les branchies.

Cela est vrai.


L’aquarium a toujours Cryptocaryon irritans.

C’est faux. La Cryptocaryon irritans peuvent être tenus à l’écart d’un aquarium. Une quarantaine, tous les poissons, roche, sable, éponges, sont soumis a une quarantaine avant d’entrer dans l’aquarium.


Les poissons ont toujours Cryptocaryon irritans.

Faux. Les poissons sauvages apparaissent souvent à un taux d’infection de 30% (ou plus), mais les poissons sauvages survivent infections mineures.


Un poisson ne peut pas être fait pour être totalement débarrasser de Cryptocaryon irritans

Faux. Tous les poissons de mer peuvent être guéri et débarrassé de l’infection


Juste bien nourrir les poissons et / ou nourrir a l’ail et tout ira bien.

Ce n’est pas vrai. Nutrition, aliments, vitamines, etc. ne guérit pas un poisson infecté. Un poisson infecté est malade et est torturé par les démangeaisons et l’inconfort. Il peut passer à travers et d’acquérir une résistance ou une immunité mais le poisson est parasité.


Un nouveau traitement a été découvert. Très peu probable. Si l’aquariophile pense qu’ils ont trouvé un nouveau remède, alors il a étudié et testé indépendamment. C’est facile et pas cher. S’il est aussi bon que les méthodes ci-dessus 3 éprouvées puis les vétérinaires professionnels, des aquariums privés et publics, les exploitations piscicoles, et je l’utilise. L’aquariophile doit garder le point de vue de l’effet dévastateur que ce parasite, mais à l’ensemble de l’industrie de la pisciculture. Toute nouvelle façon de traitement de 100% fera les gros titres!


Si le Cryptocaryon irritans ne peuvent pas toujours être détectés, alors pourquoi s’embêter avec une procédure de quarantaine?

Dans les limites d’une petite quarantaine, pas moins de 6 semaines, le Cryptocaryon irritans parasite le poisson et l’affaiblis et les poissons ne doit pas sortir et être réinfecté. D’autres termes, la procédure de quarantaine, le parasite rendra visible à l’aquariophile. Lorsque cela se produit, le traitement est approprié avec l’un des trois traitements approuvés. (Voir chapitre traitement)


UV et / ou l’ozone tue Cryptocaryon irritans.

L’ozone ne tue pas tous les parasites qui passent à travers, ni l’eau traitée à l’ozone tuent les parasites. UV pareil mais peut aider à prévenir une «floraison» des parasites. L’UV n’est pas un remède, ni une mesure préventive pour Cryptocaryon irritans.


Toutes les taches sont Cryptocaryon irritans

Faux. Probablement l’une des causes les plus problématiques pour les rumeurs et «mythe de l’information » de notre hobby est à supposer qu’une tache est Cryptocaryon irritans.


J’ai mis les poissons pour 2 semaines en quarantaine chez mon poissonnier et je ne les ai achetés en bonne santé et pas de Cryptocaryon irritans visible. Puis je les mettre dans mon bac.

Tout d’abord, deux semaines n’est pas assez long. Deuxièmement la plupart des animaleries ont des cuves communes, si les nouveaux arrivants dans des cuves communes, l’horloge est effectivement remis à zéro.

 

 

Ce parasite est vraiment une plaint en récifal et certain sont même dégouter de perdre leurs poissons en 48 heures et jette l’éponge, j’espere que ce pargraphe vous aidera a mieux comprendre et a combattre ce fléau

 

Source : livre maladie des poissons marins en aquarium – gerald bassleer

Adaptée par fredeau

Identifiez les Zoanthidés par Drew Wham

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Identifiez les  Zoanthidés par Drew Wham

Que ce soit le nom scientifique ou le nom de la variante de ce corail particulier, les aquariophiles veulent être en mesure d’identifier ce qu’ils ont dans leurs aquariums. L’identité d’un corail offre des informations essentielles.

Comment les identifier

Les membres de la même espèce a généralement les mêmes exigences d’élevage. Connaître un nouveau spécimen d’une même espèce, peut dire quel genre d’éclairage il pourrait avoir besoin, comment il se développer. Les membres de la même espèce, toutefois, peuvent parfois être assez différents, notamment en leur coloration. Donc aquariophiles donnent (souvent humoristiques) noms de coraux particulièrement agréables avec la morphologie de couleur. Ces noms servent d’identifiants pour les individus. Ils vous permettent de savoir ce que votre frag ressemblera en 2 ans et peuvent même fournir un lien vers le propriétaire d’origine. Tout comme chaque chien d’exposition doit venir avec des papiers d’un éleveur respectable(LOOF), ces noms peuvent se porter garant de la généalogie d’un corail.

Z. sansibaricus et Z. sociatus sont parmi les Zoanthidés les plus couramment  maintenue   dans les aquariums, et des diverses couleurs sur la morphologie.   Photo de Sanjay Joshi
Z. sansibaricus et Z. sociatus sont parmi les Zoanthidés les plus couramment maintenue
dans les aquariums, et des diverses couleurs sur la morphologie.
Photo de Sanjay Joshi

Le nom scientifique et le nom de la variété fournissent des renseignements essentiels à l’aquariophile. Trop souvent, cependant le nom scientifique est laissé de côté en faveur d’utiliser seulement le nom de la variété. Cette pratique est peut-être le plus commun parmi les amateurs zoanthidés, où le nom de la variété règne en maître. Sure SPS et LPS gardiens ont leur juste part des noms de variétés pour leurs coraux, mais ils seront heureux de souligner Acropora millipora, Montipora digitata et Pocillopora damicornis, ou Acanthastrea lordhowensis, Euphyllia ancora et Echinophyllia aspera. Vous auriez du mal à trouver un amateur qui pourraient identifier correctement trois espèces de zoanthidés dans leur réservoir. Pourquoi cela ?

Combien d’espèces il y a-t-il ?

L’état de la taxonomie des cnidaires est en effet assez désordonné, et il est peut-être raisonnable de soutenir que l’état de Zoantharia (zoanthides) est un peu moins simple Scleractinia (des coraux durs). Un coup d’oeil rapide sur les espèces de Zoanthidés décrits dans la littérature scientifique donne une liste de plus de 100 espèces (Fautin, 2003). Ces espèces sont souvent décrites avec des mesures morphologiques détaillées comme la section du polype dans la cavité gastro-vasculaire et en comptant le nombre de cloisons, une pratique rare chez les aquariophiles. En outre, la gamme décrite pour de nombreuses espèces est assez faible, ce qui nécessite l’emplacement de collecte qui sera appelée dans la plupart des cas, pour l’identification des espèces. Il est donc peut-être pas étonnant de vous n’embêtez pas avec les noms latins. Récemment, cependant, un chercheur Zoanthidés, le Dr James Reimer, a été en utilisant des techniques à base d’ADN de poser la question « Combien d’espèces de Zoanthidés sont là ? » Après avoir publié plusieurs nouvelles études (Reimer et al. 2004, 2006a, 2012), sa réponse à l’aquariophile peut-être « pas tant que vous ne pouviez pas les connaître tous par leur nom. »

En eau profonde Z. sanzibaricus recueillies à Okinawa au Japon. Cette espèce présente une quantité extraordinaire de variation de couleur morphologie.
En eau profonde Z. sanzibaricus recueillies à Okinawa au Japon. Cette espèce présente une quantité extraordinaire de variation de couleur morphologie.

Ces études suggèrent que la plupart des espèces décrites précédemment ne sont que des noms pour quelques espèces largement distribuées (Reimer et al. 2004, Reimer et al. 2012).  De ces résultats, il est maintenant possible d’avoir une discussion utile relative à l’identité de l’espèce de Zoanthidés, en se concentrant sur les douze espèces les plus fréquemment rencontrées dans le passe-temps. Après avoir retiré les noms redondants, de nombreuses espèces nommées restants de Zoanthus et Palythoa existent divers espèces entre le Pacifique et les Caraïbes (Reimer et al 2012). Vous pouvez les considérer comme des jumeaux identiques en termes d’espèces. Beaucoup de ces paires d’espèces semblent identiques, car il n’a pas eu beaucoup de temps de l’évolution depuis la scission entre les Caraïbes et le Pacifique. C’est pour cette raison que j’ai localisées les paires d’espèces dans leurs descriptions ci-dessous, parce que sans point de collecte ou de l’information génétique, vous ne serez pas en mesure de les distinguer. Les deux bassins océaniques, offrent cependant très différents Symbiodinium (ZooX) communautés de sorte que les paires d’espèces frère diffèrent dans les espèces de Symbiodinium qu’ils associent. Dans les cas où il existe des différences importantes entre les espèces en raison de la symbiote qu’ils associent à des informations sur leurs associations symbiotiques est fourni. Avec les informations ci-dessous, vous devriez être en mesure d’identifier la paire d’espèces que la plupart des Zoanthidés vous rencontrez dans le hobby. Si vous disposez de point de collecte, vous pouvez déterminer le nom de l’espèce réelle de l’échantillon.

Bonjour, mon nom est …

Zoanthus sansibaricus (Indo-Pacifique) Zoanthus sociatus (Caraïbes)

Eagle Eyes, une variété de couleur commune de Z. sansibaricus dans le hobby
Eagle Eyes, une variété de couleur commune de Z. sansibaricus dans le hobby

.
Aquarium : Rechercher des polypes interconnectés avec des disques orale 6-10mm dans la taille Reimer et al. 2004), souvent avec anneau rose autour de polype fermé mais ce n’est pas toujours présente ne devrait donc pas être utilisé comme diagnostic. C’est peut-être le type le plus commun de Zoanthus dans le commerce des aquariums.
Communes noms de variétés: Eagle Eyes, Wham’n Watermelon, Dragon Eyes radioactives
Les symbiotes connus: (Z. sansibaricus) symbiote primaire Symbiodinium C3ee-ff (Alias ​​C1z Reimer 2008) grande lumière adaptée. On trouve également en association avec un clade A Symbiodinium mais seulement dans les colonies qui sont sous la lumière et l’exposition à la dessiccation à marée basse. En outre, un autre type Symbiodinium C se trouve dans les colonies profondes autour du Japon. (Z. sociatus) symbiote primaire est C1 (Lajeunesse et al., 2002), une large diffusion hôte symbiote généraliste qui s’associe avec de nombreux taxons de corail. Il est adapté à une grande lumière, mais peut être sensible au stress de température.

Japon Zoanthids de profondeur: les Zoanthidés se négocies sous ce nom sont Z. sansibaricus et c’est le seul membre du genre discuté ici qui contient les enregistrements de collecte aussi profond que 35m (Reimer et al 2004, Kamezaki et al 2013, Wham et.. al. 2013). Les preuves génétiques ne supportent pas la différenciation entre faible et colonies profondes (Kamezaki et al. 2013, Wham et al. 2013), cependant, l’association symbiotique ne varie dans la profondeur (Kamezaki et al. 2013). Il est possible que les colonies de Z. puissent être collectées à partir d’un emplacement profond et désignées «en eau profonde» et présentent une préférence pour la lumière faible. Il est toutefois peu probable que les colonies vendues sous cette appellation sont vraiment du Japon. De l’avis de l’auteur, il est peu probable que les colonies même proviennent de collections profondes. L’absence de différences génétiques semble indiquer que les formes de couleur exacte n’ont pu être trouvées dans les deux endroits profonds et peu profonds et association symbiotique serait susceptible de changer en fonction des conditions d’aquarium dans quelques mois. En bref, la désignation d’eau profonde Japon est probablement juste l’exagération et la désignation doit être retirée de notre passe-temps.

Zoanthus Gigantus (Indo-Pacifique) Zoanthus solanderi (Caraïbes)

Une variété de couleurs actuellement populaire de Z. solanderi ou Z.gigantus. Photo "Benjaminspades."
Une variété de couleurs actuellement populaire de Z. solanderi ou Z.gigantus. Photo « Benjaminspades. »

Aquarium: Ils peuvent être identifiés par leur grande taille, ayant souvent la bouche verts et afficher généralement un modèle « dépouillé » sur les polypes fermés (Reimer et al, 2006a). Disque orale taille varie de 10-25mm (Reimer et al, 2006a). Ils sont souvent appelés «Palys » ce doit être activement découragé par la communauté, comme Paly est l’abréviation de Palythoa et ils ne font pas partie de la Palythoa Genre.
Communes noms de variétés: EPI, RPE

Les symbiotes connus: Zoanthus Gigantus (Indo-Pacifique) Sans nom C1/C3 liée Symbiodinum spécifique à Z. Gigantus trouvé dans les environnements lumineux élevés. La preuve d’ADN suggère qu’il est étroitement lié à C3ee-ff trouvé dans Z. sansibaricus (Reimer et al. 2006b), ce qui expliquerait ses préférences d’éclairage semblables. Zoanthus solanderi (Caraïbes) Pas d’identification des Symbiodinium associé a été préformé sur cette espèce.

 

Zoanthus pulchellus (Caribbean) Zoanthus vietnamensis (Indo-Pacific)

Une variété de couleur populaire de Z pulchellus ou Z. vietnamensis. Photo de Sanjay Joshi.
Une variété de couleur populaire de Z pulchellus ou Z. vietnamensis. Photo de Sanjay Joshi.

Aquarium: Polypes de 4 à 6 mm de diamètre, hauteur de 4 à 30 mm et 50-60 tentacules ((Reimer 2010, Reimer et al 2012). Ils sont généralement plus grandes que Z. sansibaricus et Z. . sociatus mais inférieur à Z. Gigantus et Z. solanderi en général, ils ont une bouche blancs et n’ont pas les larges rayures trouvés sur les polypes fermés de Z. Gigantus et Z. solanderi. Les disques oraux sont souvent de couleur rouge, rose ou violet avec un motif radial s’étendant à partir du centre.
Des noms de variétés communes: Armor of God, Armageddon, Bowser, Candy Apple Red, DayTrippers, Goochsters

Les symbiotes connus: Zoanthus vietnamensis (Indo-Pacifique)sont trouvé en association avec un rapport de C15 (Reimer 2008) un symbiote particulièrement robuste qui tolère un certain nombre de facteurs de stress environnementaux tels que le stress de la température. Zoanthus pulchellus (Caraïbes) Pas d’identification des Symbiodinium associé a été préformé sur cette espèce, mais il convient de noter que C15 ne se produit pas dans les Caraïbes et ainsi de Z. pulchellus peut pas montrer le même degré de tolérance au stress comme son espèce sœur en raison de son association probable avec un symbiote généraliste comme C1

 

 Zoanthus kuroshio (Indo-Pacifique) aff Zoanthus. pulchellus (Caraïbes)

Un fragment de Z. kuroshio cultivé à partir d'une colonie sauvage recueillie dans l'aquarium. Les polypes de Z. sansibaricus ou Z. sociatus apparaissent en arrière-plan.
Un fragment de Z. kuroshio cultivé à partir d’une colonie sauvage recueillie dans l’aquarium. Les polypes de Z. sansibaricus ou Z. sociatus apparaissent en arrière-plan.

Aquarium : l’ouverture des polypes ne font quelques mm, au-dessus de la base de incrustation lorsqu’il est fermé. Contrairement aux autres membres de Zoanthus, polypes sont noyées dans le coenenchyme formant une colonie en forme de natte distinctement. Les polypes de Z. kuroshio (Indo-Pacifique) sont souvent de couleur rose (Reimer 2010) avec un motif radial s’étendant du centre et une bouche blanche, très similaire à Z. pulchellus et Z. vietnamensis. Les polypes de Zoanthus aff. pulchellus (Caraïbes) se produisent souvent dans une grande variété de couleurs. Ces espèces souffrent souvent d’un champignon blanc ou moule comme la maladie et sont très difficiles à établir dans l’aquarium.
Des noms de variétés communes: Souvent vendu comme Bubblegum rose Zoanthids.
Les symbiotes connus: similaire à sa fin Z. rapport vietnamensis, Z. Kuroshio (l’Indo-Pacifique) associés avec un symbiote C15 liées (Reimer, 2008). Pas d’identification des Symbiodinium associé a été rapportée pour Z. aff. pulchellus (Caraïbes)
Distinguer le Genre Palythoa de Zoanthus
Les Zoanthus ne tiennent pas compte du sable dans leurs polypes, les membres de Palythoa n’intègrent sable et autres débris dans leurs polypes. La confusion de notre passe-temps est le plus souvent de l’utilisation incorrecte de «Paly » pour désigner les personnes de l’espèce Zoanthus Gigantus, Zoanthus solanderi. Cela devrait être activement découragée car elle crée une confusion inutile entre les genres sinon facilement distingués. Le genre Protopalythoa n’est pas un genre valide, avec l’ensemble de ses membres actuellement assigné à Palythoa (voir Reimer et al, 2006a).

 

 Palythoa mutuki (Indo-Pacifique) Palythoa grandiflora (Caraïbes) 

Les polypes de P. mutuki, comme tous les Palythoa, sont rugueuses au toucher, car ils intègrent du sable dans la couche externe de leurs polypes. Photo d’Allison Lewis
Les polypes de P. mutuki, comme tous les Palythoa, sont rugueuses au toucher, car ils intègrent du sable dans la couche externe de leurs polypes. Photo d’Allison Lewis

Aquarium : Les polypes peuvent être unitaires ou interconnecté mais ne sont pas intégrés dans le coenechyme (Reimer 2010). Les Disques oraux sont souvent bruns ou vert. Les Tentacules sont généralement longs et droites contrairement à l’apparence enroulée des tentacules de Palythoa sp. « Singapura » cela, cependant, n’est pas un parfait diagnostic.
Des noms de variétés communes: Green Implosion

 

Palythoa grandis (Caraïbes)

Les Palythoa grandis ne peuvent pas être le zoanthidés le plus coloré, mais il peut être un excellent ajout à un aquarium récifal. Photo de Sanjay Joshi.
Les Palythoa grandis ne peuvent pas être le zoanthidés le plus coloré, mais il peut être un excellent ajout à un aquarium récifal. Photo de Sanjay Joshi.

Aquarium : facilement identifié par ses grandes distinctement polypes (Reimer et al 2012).
Noms communs: palythoas.
Les symbiotes connus: symbiote primaire est C1 (. Lajeunesse et al, 2002, Santos et LaJeunesse 2006), une large diffusion hôte symbiote généraliste qui s’associe avec de nombreux taxons de corail. Il est adapté à une grande lumière, mais peut être sensible au stress de température.

Palythoa sp. « Singapura » (Indo-Pacifique) (sensu Reimer et Todd 2009)

Le Nuclear Green et autres Palythoa similaire appartiennent à une espèce décrite par Reimer et Todd en 2009 de Singapour. Les espèces ne sont pas un nom officiel encore mais devraient être référencées comme Palythoa sp. "Singapura".
Le Nuclear Green et autres Palythoa similaire appartiennent à une espèce décrite par Reimer et Todd en 2009 de Singapour. Les espèces ne sont pas un nom officiel encore mais devraient être référencées comme Palythoa sp. « Singapura ».

Aquarium : les polypes sont plus grandes que P. et P. grandiflora mutuki et les polypes sont souvent reliés à la base d’un certain nombre d’autres polypes.
Des noms de variétés communes: Nuclear Green, Captain America, Purple Death
Les symbiotes connus: rapportés à associer avec le même symbiote que Z. sansibaricus, des tests avec des marqueurs génétiques de plus haute résolution sont nécessaires pour confirmer ces rapports (Reimer et Todd 2009).

 

Une clé pour l’identification de l’Aquarium Zoanthids:

La section suivante est une tentative pour fournir une clé facile pour identifier les espèces d’aquarium zoanthidés utilisant les caractéristiques qui sont facilement observables par les amateurs. Ces caractéristiques énumérées sont communs à la plupart des individus dans ces espèces et sont utiles pour le diagnostic de porter un jugement sur la base morphologie à quelle espèce appartient un Zoanthidés. Il convient de noter qu’en faisant une telle clé simple, le but est de fournir une résolution taxonomique dans la grande majorité des cas, tout en reconnaissant qu’il y aura des exceptions. Il y a des individus dans chaque espèce qui s’éloignent un peu de la norme et donc je s’attendent à ce que au moins quelques variétés zoanthidés ne suivront pas les descriptions présentées ici. S’il vous plaît voir Reimer et al. 2004, 2006a et b, Reimer 2008, Reimer et Todd 2009 et Reimer et al 2012 pour une description plus détaillée et scientifiques.

1. Sable incorporé dans la colonne extérieure de polypes, les polypes se sentent rugueuses.
2. Polypes se sentent lisse au toucher, manquent de sable.
3. Polypes embarqués dans coenenchyme formant une colonie de natte dense Zoanthus kuroshio (Indo-Pacifique) Zoanthus aff. pulchellus (Caraïbes)
4. Polypes ne sont pas intégrés dans coenenchyme.
5. Polypes fermés ont grand motif rayé blanc et la bouche est de couleur verte- Zoanthus Gigantus (Indo-Pacifique) Zoanthus solanderi (Caraïbes)
6. Polypes fermés afficher uniquement les marques mineures ou pas de marques évidentes du tout.
7. Polypes ouverts présentent une structure radiale, souvent une variation de rouge, rose ou pourpre avec une bouche blanche — Zoanthus pulchellus (Caraïbes) Zoanthus vietnamensis (Indo-Pacifique)
8. Coloration de disque orale n’affiche pas un motif radial.
9. Disque orale peut être une variété de couleurs d’afficher des motifs de couleurs parfois complexes — Zoanthus sansibaricus (Indo-Pacifique) Zoanthus sociatus (Caraïbes)
10. Polypes peut être unitaire ou interconnecté mais ne sont pas intégrés dans le coenechyme, tentacules semblent droite, alternant haut et bas — Palythoa mutuki (Indo-Pacifique) Palythoa grandiflora (Caraïbes)
11. Polypes généralement relié à plusieurs autres polypes à la base, tentacules semblent enroulée.
12. Polypes sont grandes et sont de couleur brune ou de couleur verte, mais manquent de floraison — Palythoa grandis (Caraïbes)
13. Polypes contiennent des protéines fluorescentes vertes ou afficher une autre coloration fluorescente — Palythoa sp. « Singapura » (Indo-Pacifique)

Références

Fautin DG (2003) Hexacorallians du monde. http://hercules.kgs.ku.edu/hexacoral/anemone2/index.cfm

Kamezaki, M., Higa, M., Hirose, M., Suda, S., & Reimer, JD (2013). Types de zooxanthelles dans différentes populations de la zoanthid Zoanthus sansibaricus long de gradients de profondeur à Okinawa, au Japon. La biodiversité marine, 1-10.

LaJeunesse TC, Thornhill DJ, Cox E, F Stanton, Fitt WK, Schmidt GW (2004) La grande diversité et la spécificité d’hôte observée chez les dinoflagellés symbiotiques dans les communautés des récifs coralliens de Hawaii. Récifs coralliens 23:596-603.

LaJeunesse TC, Thornhill DJ, Cox E, F Stanton, Fitt WK, Schmidt GW (2004) La grande diversité et la spécificité d’hôte observée chez les dinoflagellés symbiotiques dans les communautés des récifs coralliens de Hawaii. Récifs coralliens 23:596-603.

Reimer JD, Ono S, Fujiwara Y, Takishita K, J Tsukahara (2004) Repenser Zoanthus spp. Diversité: la preuve moléculaire de Conspecifity dans les quatre espèces précédemment présumé. Zoological Science, 21 (5): 517-525.

Reimer, JD, Ono, S., Takishita, K., Tsukahara, J., & Maruyama, T. (2006a). Preuve moléculaire suggérant espèces dans le zoanthid genres Palythoa et Protopalythoa (Anthozoa: Hexacorallia) sont congénères. La science zoologique, 23 (1), 87-94.

Reimer, JD, Ono, S., Iwama, A., Takishita, K., Tsukahara, J., & Maruyama, T. (2006b). Révision morphologique et moléculaire de Zoanthus (Anthozoa: Hexacorallia) du sud-ouest du Japon, avec des descriptions de deux nouvelles espèces. La science zoologique, 23 (3), 261-275.

Reimer, J. D. (2008). Implications pour les différents niveaux de Symbiodinium spp diversité (Dinophyceae, Suessiales) au sein hôtes étroitement liés:. Zoanthides (cnidaires: Hexacorallia: Anthozoaires) comme une étude de cas. Galaxea, Journal of Coral Reef Studies, 10 (1), 3-13.

Reimer, J. D., & Todd, P. A. (2009). Examen préliminaire moléculaire de zoanthid zooxanthelles (Hexacorallia, Zoantharia) et zooxanthelles associé (Symbiodinium spp.) Diversité à Singapour. Bulletin Raffles de Zoologie, 22, 103-120.
Reimer, J. D. (2010). Clé d’identification sur le terrain de profondes zoanthides de brachycnemic d’eau (Commande zoanthaires: Sous-ordre Brachycnemina) présents dans Okinawa. Galaxea, Journal of Coral Reef Studies, 12 (1), 23-29.

Reimer, J. D., Foord, C., & Irei, Y. (2012). Diversité des espèces de Shallow Zoanthids eau (cnidaires: Anthozoa: hexacorallia) en Floride. Journal de biologie marine, 2012.

Santos RS, LaJeunesse TC (2006) Base de données consultable de Symbiodinium diversité géographique et écologique de la diversité (SD2-GED). Université d’Auburn. http://www.auburn.edu/ * santosr / sd2_ged.htm

Wham, DC, Carmichael, M. Reimer, JD, & Lajeunesse, TC Huit polymorphe microsatellites pour l’Indo-Pacifique à l’échelle zoanthid, Zoanthus sansibaricus. La biodiversité marine, 1-4

 

Source : http://www.reefs.com/magazine/150011-identify-zoanthids.html

Adapté par fredeau

Phrikoceros mopsus – Le tueur de bénitier par Guy Walker

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Phrikoceros_mopsus-Le tueur de bénitier par Guy Walker
© Copyright Marian K. Litvaitis, Université du New Hampshire, 2005-2007 Phrikoceros Mopsus

Comme une créature d’un film de science-fiction des années 1950, il glisse sur un terrain rocheux à la recherche de sa prochaine victime à dévorer.  Cette créature est vraiment un géant, un monstre parmi son genre je parle de la Phrikoceros Mopsus (Polycladida) la plus grande des planaires indésirables que nous voyons dans le temps et un prédateur de bénitier connue.  Dans mes recherches, je ne pouvais pas trouver les gammes de taille exacte de cette espèce,

Le Polycladida (P.mopsus) est un chasseur nocturne et furtif non seulement pour se nourrir mais aussi pour les Tridacna, les petits vers, les crustacés et les mollusques, le plus indésirable des aquariums récifal.  Ces planaires chassent en utilisant des détecteurs de chimio-sensorielles qui permettent de détecter et de suivre leur proie par des composés chimiques qu’elles libèrent dans l’eau du bac.  Ils peuvent tuer et dévorer un bénitier pendant la nuit, je le sais par expérience de première main de perdre six bénitiers prisées avant de trouver les coupables.

Phrikoceros_mopsus-Le tueur de bénitier par Guy Walker 1

Ce planaire peut être difficile à être localiser dans un aquarium récifal, ils sont conçus pour ressembler à des manteaux de bénitier à mon avis, (ressemblance au manteau de T. squamosa).  Ils ont tendance à se cacher dans votre faille de roche.  Il ya des signes qui peuvent indiquer si vous avez un ou plusieurs dans votre aquarium.  Soudainement  et inexpliquée ; la mort d’un bénitier  Clam en tête de liste, mais il est un autre signe que les gens ne voient pas.  J’ai remarqué la morts d’escargot à un rythme alarmant et j’avais pensé à l’origine une squille mante était le coupable et j’ai passé plusieurs heures à la recherche de signes mais en vain.  Seulement après que les bénitiers ont commencés à mourir et j’ai finalement trouvé sur la coque de la dernière fatalité trois Polycladida et j’ai fait la connexion.  En rétrospective, des décès d’escargots étaient en fait les premiers signes des planaires.

J’ai trouvé une fois que vous avez ces gars-là dans le réservoir que meilleure façon d’enlever est la chasse actif et ou l’utilisation d’appâts.  Si vous avez un bénitier mort et inexpliqués enlever rapidement et examiner les restes et si la chair du bénitier, il ya une bonne chance qu’ils pourraient être encore là.  Vous pouvez appâter ces gars-là en utilisant les palourdes dans un piège à poissons de vérifier souvent tard dans la nuit c’est comment j’ai attrapé le dernier dans mon système.  Il a été plus de 2 ans que je n’ai vu aucun signe de nudibranches.

J’ai toujours examiné mes bénitiers de près ainsi que de les placer dans mes systèmes de quarantaine avant de passer dans le bac principal.  Je ne suis pas sûr de savoir comment je me suis retrouvé avec quatre nudibranche léopard dans mon récif mais je suppose que c’était pendant l’achat des pierres vivantes d’un camarade aquario, cette explication est la plus logique. Je n’ai jamais trouvé de signe de parasites dans le passé, je voudrais essayer la quarantaine et de traiter en fonction du type de suspicion des parasites.  .

En Mars 2012, j’ai acheté un T. noir squamosa, je voulais pendant un certain temps et il est un favori parmi ma collection actuelle. Cette acquisition a été faite lors d’une grande exposition sur  l’aquarium. Très fréquentée et moi étant pressé de voir tout ce que je pouvais voir sur le salon J’ai négligé d’examiner le bénitier et en rentrant chez moi en regardant de plus près et trouvé un nudibranche juste en dessous du manteau sur la coquille.  A l’époque je n’avais pas de systèmes de quarantaine ou de bac a bouture et en cours d’exécution et en se rappelant mes pertes de l’année précédente, j’étais très nerveux au sujet de la suppression du nudibranche.  Ma peur de contaminer mon bac et la possibilité de perdre d’autres bénitiers. Ma raison m’a poussé à prendre une décision radicale.  J’ai décidé de faire une expérience qui avait été dans mon esprit pendant un certain temps, mais jamais essayé.  J’avais décidé de plonger le bénitier dans un pesticide commercialisé par Bayer Advance home pest (plonger les coraux à traiter  pendant 10 minutes avec 2 ml du traitement de Bayer dans 1/2 litre d’eau du bac,) ce produit est utilisé couramment pour traiter les SPS.

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Le bénitier c’est ouvert et a expulsé plusieurs fois du liquides comme s’il cherchait à effacer expulsé un irritant, je craignais que le plongeon nuisait aux bivalve, mais je crois maintenant qu’il tentait d’expulser la formes de vie se tortillant autour de son système.  Après 10 minutes, j’ai placé le bénitier dans un seau d’eau du réservoir propre après un moment il complètement ouvert je devais attendre qu’il se fermer et qu’il rejette de l’eau, je l’ai fait à quelques reprises pour rincer le système du bivalves.  J’ai alors placé le bénitier dans mon bac et en quelques secondes il était complètement ouvert et semblait très heureux.  Lors de l’examen du récipient d’immersion J’ai trouvé la mort nudibranche ainsi qu’un polychète et divers petits crustacés inconnus lors. Un mois plus tard, j’ai plongé un deuxième Squamosa de la même manière, en 10 mois, sans aucun signe de mauvaise affection des bivalves.  Bien que je pense qu’il est sûr ce n’est pas mon intention de cautionner ou promouvoir l’utilisation des pesticides commerciaux non testés dans l’aquariophilie et ne peut pas garantir la sécurité du bétail de n’importe qui, mais je ne me sens pertinent de partager mon expérience basée sur le sujet à main.

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Garder les Tridacna peut être amusant et gratifiant, mais comme amateur, nous avons l’obligation de rechercher et de comprendre comment prendre soin de l’élevage.

Source : http://fragroup.org/content.php?145-Polyclad-Flatworm-(P-mopsus)-The-Clam-Killer

Traduction : goggle traduction

Adapté par fredeau

 

Les nudibranches Amakusaplana acroporae

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Les nudibranches Amakusaplana acroporae: est elle une espèce invasive menaçante pour les récifs coralliens?

 

L’Infestions mortels des cultures Acropora avec des vers plats Acropora-manger (AEFW) sont un phénomène mondial.  Nous évaluons l’hypothèse que l’AEFW représente un risque pour les récifs coralliens par l’étude de la biologie et le potentiel invasif d’une souche AEFW au Royaume-Uni.  Les analyses moléculaires ont identifié cette souche comme Amakusaplana acroporae, une nouvelle espèce décrite par deux aquariums américains et un site naturel en Australie.  Nos données moléculaires ainsi que des stratégies d’histoire de vie décrites ici suggèrent que cette espèce représente des cas d’infestations AEFW signalés.  Nous montrons que l’activité parasitaire locale altère la capacité lumière acclimatation de toute la colonie.  A. acroporae acquiert un excellent camouflage par l’hébergement photosynthèse, les zooxanthelles et les pigments de la famille des protéines vert fluorescentes.  Il montre une préférence pour les Acropora validation mais accepte une large gamme d’acropora

 

 Introduction

 

Les récifs coralliens est un écosystème les plus riches en biodiversité et de production dans le monde et sont sensibles aux perturbations dont les effets dévastateurs des corallivore, définies comme l’assimilation directe des tissus des coraux vivants (Hughes et al 2007; Rotjan et Lewis 2008).

L’Infestations mortels d’acroporidae coraux dans une ferme avec des corallivores AEFW ont été signalés à l’échelle mondiale (électronique Matériel supplémentaire, ESM Tableau 1, Fig. 1).  Premiers stades des infestations par les AEFW sont souvent comme des «marques de morsure» pâles (Nosratpour 2008; ESM tableau 1).  Plus récemment AEFW de deux aquariums américains ont été décrits comme une nouvelle espèce (Amakusaplana acroporae) dans les Phylum des Plathelminthes (Rawlinson et al. 2011), qui a ensuite été trouvé sur Acropora validation dans un endroit naturel au large de l’île Lizard, Grande Barrière de Corail (GBR) (Rawlinson et Stella 2012).  Les tripes et le parenchyme de A. acroporae contenues nématocystes et zooxanthelles, ce qui suggère que les dommages causés aux coraux est due à l’alimentation par les planaires (Rawlinson et al 2011;. Rawlinson et Stella 2012).  Une autre planaire d’Acropora associé est un acoel du taxon phylogénétiquement éloigné Waminoa (phylum Acoelomorpha), qui montre une similarité frappante avec phénotypique A. acroporae (Matsushima et al. 2010), ce qui rend difficile d’attribuer l’infestation AEFW signalé à l’un ou l’ d’autres espèces.  En outre, d’autres représentants de Waminoa vivent épizoïques sur les coraux, mais il n’y a pas de rapports sur eux étant corallivores, et leurs zooxanthelles ne proviennent pas des coraux (Barneah et al 2007.).  Ils sont pensés pour ne pas consommer que du mucus des coraux, mais peut nuire le corail par l’ombrage et les effets négatifs liés à la photosynthèse du corail quand ils se produisent en grand nombre (Barneah et al 2007; Haapkylä et al 2009; Naumann et al 2010).  Bien que A. acroporae a été trouvé sur la GBR, l’origine naturelle des répartitions biogéographique des souches d’aquarium de AEFW ne sont pas claires et il n’y a pas de prédateurs naturels connus, il est difficile de contrôler les infestions dans les cultures fermes de corail. Le rapport sur les souches d’aquariums d’AEFW comprennent des régions à proximité de récifs coralliens naturels comme la Floride, la Thaïlande ou à Hong Kong (Fig. 1), ce qui soulève la question de savoir si l’AEFW représentent un risque pour les communautés naturelles du corail s’il est libéré dans l’environnement.  L’introduction d’espèces non connue dans les écosystèmes naturels, y compris les récifs coralliens peut avoir des conséquences dramatiques, et un nombre important d’espèces ornementales sont devenues envahissantes dans les écosystèmes aquatiques (Padilla et Williams, 2004).  L’invasion, par exemple, de la mer Méditerranée par les taxifolia macroalgue taxifolia (Wiedenmann et al., 2001) ou la mer des Caraïbes par le lionfishes Pterois sp.  (Betancur-R et al. 2011) a été déclenchée par la libération de souches d’aquarium.

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Fig. 1
Répartition mondiale des infestations d’AEFW dans les cultures de corail terrestres signalé sur l’Internet (numéros 1-16) et dans la littérature scientifique (lettres A à D). Endroits situés à proximité de récifs coralliens sont mis en évidence par des boîtes dans le style audacieux. Des taches noires montrent la répartition des récifs coralliens tropicaux. La lettre (E) marque l’emplacement où A.acroporae a été trouvé à l’état sauvage (Rawlinson et Stella 2012)

Pour juger le danger que représente l’AEFW que sur des espèces envahissantes pour les récifs naturels, nous avons étudié la biologie d’une souche d’AEFW obtenu du commerce au Royaume-Uni.  Nous avons appliqué des approches en matière de taxonomie moléculaire pour identifier les espèces, analysé de préférence l’hôte, le comportement alimentaire, l’association avec zooxanthelles, les effets sur la physiologie de l’hôte et le temps de survie en l’absence.

 

Méthodes

Culture et aquarium

La souche AEFW acquis auprès d’un commerçant à Southampton (Royaume-Uni) a été recultivées pendant 6 mois avec une gamme diversifiée d’acroporidae et de nombreuses espèces de coraux (ESM tableau 2) dans un compartiment séparé du corail dans un  mésocosmes expérimentale des récifs coralliens au laboratoire au National Oceanography Centre de Southampton (D’Angelo et Wiedenmann 2012). La préférence de l’hôte a été jugée en utilisant un schéma de classification figurant dans le tableau 2 ESM.  Pour les études ultérieures, l’AEFW ont été délogés par un jet d’eau de mer.  La survie en l’absence de coraux  a été évaluée par le maintien de dix spécimens isolés dans un compartiment partiellement ombragé sans avoir accès aux coraux.  Pour tester la réponse de l’AEFW à la hausse des températures, des fragments infestés d’Acropora sp.  ont été soumis à un traitement de la contrainte thermique telle que décrite dans (Wiedenmann et al. 2013).  La croissante horizontale de l’Acropora millepora reproduite en colonies (infestées et non infestées) ont été transformés en 180 °, et acclimaté à la lumière contrôlée par l’augmentation de la fluorescence dans la surface de branche nouvellement exposée de la lumière (D’Angelo et al. 2008).

 

L’identification moléculaire de l’AEFW et la zooxanthelles

L’ADN génomique (ADNg) a été préparé à partir d’un pool de 6 AEFW recueillies à partir d’une colonie de A. millepora infesté et une colonie microphthalma Acropora co-cultivées selon un protocole décrit dans (Hume et al. 2013).

 

Le phylotype des zooxanthelles (. Symbiodinium spp) dans les coraux et la AEFW a été menée par l’amplification, le clonage et le séquençage de l’ADN ribosomique ITS1-5.8S-ITS2 utilisant des amorces spécifiques de zooxanthelles (ESM tableau 3) (Hume et al 2013.; Savage et al. 2002).  Les séquences ont été déposées dans un GenBank (numéros d’accession JN711475-JN711498).

 

La région d’ADNr 18S de l’ADN génomique de l‘AEFW a été amplifié en deux fragments qui se chevauchent, utilisant des amorces conçues contre les régions conservées de Polyclad 18S séquences (ESM tableau 3).  Une paire d’amorces pour amplifier un fragment de 618 pb de la région 28S a été développé en utilisant Polyclad 28S séquences disponibles dans GenBank (Tableau 3 ESM).  Les séquences ont été déposées dans un GenBank (numéros d’accession JN711499-JN711500).

 

L’analyse phylogénétique des séquences 18S et ITS2 a été réalisée en utilisant MEGA 5 (Tamura et al. 2011).  Les séquences ont été alignées en utilisant ClustalW, et des arbres phylogénétiques ont été construits en utilisant le maximum de vraisemblance (ML) des méthodes.  L’analyse a été effectuée pour déduire une méthode de substitution nucléotidique optimale.  Pour une analyse de 18S, une Tamura-Nei avec une distribution gamma et 5 catégories de prix ont été choisis en fonction d’Akaike Information Criterion.  Séquences ITS2 ont été analysées à l’aide du modèle Hasegawa-Kishino-Yano avec des taux égaux.  La certitude de nœuds ML a été testé avec analyse bootstrap (100 réplications).

 

La documentation photographique, des mesures de fluorescence et microscopie

La fluorescence du corail a été imagée en utilisant un filtre passe-haut jaune et un ~ 450 nm source de lumière d’excitation (Nightsea, Andover, Etats-Unis).  Microscopiques gros plans ont été obtenus comme décrit dans (D’Angelo et al 2012; Smith et al 2013).

 

La photosynthèse des zooxanthelles a été déterminée par impulsion modification d’amplitude (PAM) de fluorimétrie en utilisant une plongée-PAM (Walz) pour une piscine de 5 spécimens AEFW.

 

Les spectres de fluorescence ont été enregistrés en utilisant un spectromètre de fluorescence Varian Cary Eclipse (Varian, Palo Alto, États-Unis) (D’Angelo et al. 2008, 2012).

 

 Résultats et discussion

 

Après co-culture des souches AEFW avec un large éventail d’acroporidae et quinze autres espèces de coraux scléractiniaires pendant 6 mois dans un compartiment séparé de notre corail expérimental mésocosmes (D’Angelo et Wiedenmann 2012), les AEFW ont encore été sur les coraux (acroporidae Tableau ESM 2).  La préférence des planaires étaient comme suit: A. validation> A. millepora> A. pulchra> A. Polystoma> A. yongei> A. gemmifera> A. microphthalma> A. tortuosa.  Les AEFW ont atteind une taille jusqu’à   6 mm, on trouve toujours attachés sur les branche ombrées. L’inspection microscopique a révélé l’excellent camouflage de l’AEFW qui imite à la fois la couleur et de distribution de pigment de l’hôte (fig. 2a, c;. ESM figure 1a).  En raison de leur camouflage, l’AEFW pourrait facilement passer inaperçue, mais leur caractéristique décrit précédemment « marques de morsure » sur la face inférieure de la branche (tableau ESM 1) s’est avéré être des indicateurs fiables d’une infestation (Fig. 2e, ESM Fig. 1a). Comme décrit par Rawlinson et al.  (2011), un autre indice de la présence du parasite était grappes de  5 à 90 œufs trouvés uniquement sur squelette nu situé à proximité de vivre tissu corail (ESM Fig. 1b-c).  Les parasites semblent être plutôt stationnaires, et un seul individu a été observé pendant 5 semaines sur un 5 cm de la colonie d’A. millepora avant qu’il soit retiré à des fins expérimentales.  L’activité de cet échantillon, restreint à la face inférieure de la branche, a eu un effet significatif sur la physiologie globale du corail, essentiellement en l’empêchant de s’acclimater à des niveaux plus élevés de lumière (D’Angelo et al 2008; Smith et al 2013) en augmentant l’accumulation de protéines à la partie du branchement de lumière exposée (Fig. 3a).  En conséquence, les colonies infestées étaient moins fluorescent par rapport à leurs homologues sains (Fig. 3b, c; ESM figure 2).  Par conséquent, la fluorescence du corail peut être utilisée comme autre indicateur de la présence de parasites, ce qui souligne le potentiel des protéines GFP pour être servit comme indicateurs de stress pour les coraux (D’Angelo et al. 2012).

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Fig. 2
L’Acquisition du camouflage de l’AEFW.
a, b Microscopie de l’A. pulchra avec un AEFW de la souche aquarium Royaume-Uni ci-joint.
c, d Images du parasite isolé.
e, f photographies en gros plan d’une «marque de morsure » typique laissé par le parasite dans les tissus de la face inférieure de la branche de l’A. pulchra. Les photographies ont été acquises au microscope dans des conditions de lumière blanche (a, c, e) et en mode de fluorescence en utilisant un ensemble CFP / DsRed de filtre (b, d, f).La fluorescence de la chlorophylle est montré en rouge; la fluorescence de la apulFP583 cyan apparaît en bleu. Le spectre g d’émission de fluorescence (λ exc = 420 nm) du tissu de corail hôte (A. pulchra, ligne pointillée) et du parasite isolé (trait plein)
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Fig. 3
L’Effet de AEFW infeste la fluorescence du corail. Le cours de temps de l’acclimatation à la lumière des colonies infestées et non infestées d’une morpho de couleur rouge de A. millepora. L’augmentation de la fluorescence du tissu de l’hôte d’émission (λ ex 530 nm, λ max em = 597 nm) par unité de surface est indiqué. L’accumulation de la protéine fluorescente rouge amilFP597 (D’Angelo et al. 2008 ) dans la zone de branche supérieure a été enregistrée après ce côté auparavant ombragée a été exposé à la lumière.
b Photographies de l’apparition de la lumière du jour (ci-dessus) et la fluorescence verte (ci-dessous) des colonies répétés d’un vert couleur la morpho de l’A. millepora au cours des différentes étapes de l’infestion allant de santé (à gauche), sur infesté (au milieu) et à mort (à droite).
c Comparaison quantitative de la teneur de la protéine GFP-amilFP512 comme dans les colonies représentées sur b exprimée comme une émission de fluorescence par unité de surface (D’Angelo et al. 2008)

Les AEFW recueillies à partir de motifs de fluorescence A. pulchra correspondant parfaitement ceux de l’hôte, avec la fluorescence des coraux étant dérivé du cyan GFP protéine apulFP583 (D’Angelo et al. 2008) et la rouge fluorescence de la chlorophylle de zooxanthelles (Oswald et al. 2,007) (Fig. 2).  En revanche, en fonction de leur stade de développement, ovules et embryons ne montrent qu’une faible fluorescence bleue ou orange sous UV (365 nm) excitation (ESM Fig. 1c).  L’absence de fluorescence dans les points d’alimentation dans les tissus du corail propose que les parasites extraient les pigments fluorescents à partir de l’hôte (Fig. 2f).  Les pigments fluorescents cyan semblent être uniformément répartis dans le parenchyme des parasites, ce qui indique une incorporation de pigments hôtes dans leur forme fonctionnelle pour parfaire le camouflage du parasite (Fig. 2b, d).  Cette stratégie pourrait être facilitée par la grande stabilité et la rotation lente de protéines GFP comme coralliens (Leutenegger et al. 2007).

 

L’analyse moléculaire a montré que les cellules d’algues dans l’AEFW à partir d’une colonie A. millepora sont zooxanthelles.  La répartition des zooxanthelles dans l’AEFW correspondrait étroitement a la communauté algale du corail et étant différente de celle de la co-culture A. microphtalma (Fig. 4a), ce qui prouve que les parasites acquérir des zooxanthelles de l’hôte par l’alimentation.  Cette conclusion est appuyée par le manque de zooxanthelles dans les marques d’alimentation (Fig. 2e; ESM figure 1a).  Un seul AEFW en stress thermique a été observé pour libérer la plupart de ses zooxanthelles quelques secondes après les mouvements de passation (probablement via le pharynx), ce qui démontre que, au moins la plupart des cellules d’algues sont contenues dans l’intestin (Fig. 4b, c).  L’efficacité de la photosynthèse F v / F m> 0,5 déterminé pour les spécimens AEFW indique que leurs zooxanthelles sont la photosynthèse compétente et peut fournir aux parasites avec des avantages nutritionnels.  Les nudibranches sont connus pour être en mesure de mourir de faim pendant des mois (Chintala et Kennedy, 1993).  Fait intéressant, l’AEFW isolées qui n’ont pas accès à l’hôte (corail)  sont morts après 5-7 jours, ce qui suggère que les algues ne représentent pas une source d’énergie importante pour les animaux, mais sont plus susceptibles d’être maintenue uniquement à des fins de camouflage.  Cette stratégie de camouflage est remarquablement présenter, une adaptation évolutive d’A. Acroporae à l’hôte d’acroporidae.  Dans ce contexte, il est intéressant de noter que le camouflage visuellement similaire du représentant Waminoa  peut être le résultat d’une évolution convergente depuis acoels n’ont pas les tripes ramifiés (Hyman 1951).

nudibranches Amakusaplana acroporae_Fig4_HTML
Fig. 4
Composition des zooxanthelles (Symbiodinium spp.) Communauté d’une colonie infestée d’A. Millepora, l’AEFW associé et d’une colonie A. microphthalma co-cultivées. Les fréquences d’un sous-clade (C21, C3, Cu) ont été déduite de la fréquence de détection des séquences respectives parmi les fragments clonés ITS2.
b, c Photographies d’un AEFW en stress thermique après l’expulsion des zooxanthelles. Les images ont été acquises sous lumière blanche (b) et en mode de fluorescence (c). Rouge fluorescence de la chlorophylle de zooxanthellae (c) a été documentée par l’utilisation d’un ensemble de filtre à TRITC. Cellules Symbiodinium expulsés (EX) sont visibles dans le coin supérieur droit de panneaux b, c

Des analyses de séquences de la région d’ADNr 18S ont démontré que les groupes de souches Polycladida du Royaume-Uni (ESM Fig. 3a), en  excluant la Waminoa .l’ Analyse de la région ADNr 28S identifié sur la souche Royaume-Uni comme l’A. Acroporae récemment décrit, un AEFW de deux aquariums américains et d’un endroit naturel sur l’île de Lizard (Rawlinson et al 2011; Rawlinson et Stella 2012) (. ESM figure 3b).  Notre séquence ADNr 28S a montré une identité de 100% à la souche de Virginia A. acroporae, mais peut être distinguée dans trois résidus partagés de New York et les souches Lizard Island.  Ces substitutions peuvent indiquer que au moins deux A. distinct moléculaire acroporae souches sont largement distribués dans les aquariums.  Notre enquête mondiale sur les infestations AEFW signalés (figure 1, tableau 1) ESM ainsi que les résultats de la présente étude a révélé que la plupart des AEFWs non identifiés présentent des caractéristiques de A. acroporae comme la préférence exclusive pour une gamme variée d’ acroporidae, l’excellent camouflage , survenue préféré sur les côtés de la branche ombragées, les «marques de morsure» typiques et des grappes d’œufs étant déposé sur des squelettes morts (ESM tableau 1).  A. acroporae a été considéré comme responsable de la perte des colonies d’Acropora à Birch Aquarium (USA) (Nosratpour 2008; Rawlinson et al 2011).  Pris ensemble, ces données suggèrent que A. acroporae est distribué à l’échelle mondiale dans les cultures de fermes de corail, y compris les régions à proximité de récifs coralliens naturels comme la Floride, la Thaïlande ou à Hong Kong (Fig. 1).  Nous concluons que, en raison de la large gamme d’espèces de coraux d’accueil reconnues avec une forte préférence pour la cosmopolite A. validation, avec l’excellent camouflage et la capacité de survivre au moins 5 jours sans hôte (coraux), A. acroporae a le potentiel pour devenir une espèce  invasive dangereuse lorsqu’il est libéré dans un environnement auquel il est non identifié.  Pour mieux catégoriser ce risque potentiel, d’autres données sur l’aire de répartition biogéographique d’A. acroporae dans les récifs du monde entier, sur ses prédateurs naturels et sur la diversité génétique en captivité sont nécessaires de toute urgence.

Source : http://link.springer.com/article/10.1007% 2Fs00338-013-1101-6

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